ALLEGATO DETERMINAZIONE DELLE IMPURITA' SOLIDE (FILTH-TEST) NEGLI SFARINATI E NEI PRODOTTI DI TRASFORMAZIONE 1. Scopo e campo di applicazione La presente norma specifica una metodica di determinazione delle impurita' solide nelle farine e nelle semole di cereali e nei loro prodotti di trasformazione. 2. Definizione Sono definite impurita' solide le impurita' di origine animale (uova, larve, ninfe o adulti di insetti e loro frammenti, acari e loro frammenti, peli di roditori e loro frammenti, peli di ovini e loro frammenti, peli umani e loro frammenti), di origine vegetale (peli e fibre vegetali e loro frammenti), di origine sintetica (fibre sintetiche e loro frammenti, frammenti di plastica) separate dai prodotti nelle condizioni specificate nella presente norma. 3. Principio Il campione e' sottoposto a digestione acetico-nitrica all'ebollizione, le impurita' presenti sono separate per flottazione con alcool e benzina in beuta Wildman e raccolte su carta da filtro mediante filtrazione sotto vuoto con imbuto Buchner. Il materiale sul filtro viene osservato al microscopio a basso ingrandimento e, se necessario, le impurita' vengono raccolte e montate su vetrino con il liquido di Faure per l'osservazione al microscopio composto. 4. Reattivi Tutti i reattivi devono essere di qualita' analitica e l'acqua deve essere distillata o deionizzata o di purezza equivalente. 4.1. Acido acetico diluito al 30%; 4.2. Acido nitrico 65% (d20 = 1,4); 4.3. Alcool isoamilico; 4.4. Alcool etilico al 60%; 4.5. Benzina purificata o etere di petrolio (intervallo di ebollizione 60-80C); 4.6. Liquido di Faure, della seguente composizione: idrato di cloralio 100 g; acqua distillata 150 g; glicerina 40 g; gomma arabica 60 g. Filtrare prima dell'uso con una tela da filtro a maglie di apertura 10-11,(micro)m al massimo, resistente agli acidi ed ai solventi (nailon o polietilene); 4.7. Blu di metilene (g 0,5 in ml 500 di alcool etilico al 50%). 5. Apparecchiatura Materiale di laboratorio di uso corrente: 5.1. Cappa aspirante; 5.2. Cristallizzatore o bacinella, capacita 5 litri, di altezza leggermente inferiore al collo della beuta (5.4); 5.3. Ancoretta magnetica; 5.4. Beuta da 1 litro a collo smerigliato; 5.5. Imbuto in vetro per polveri, diametro 10 cm; 5.6. Refrigerante ad aria, altezza 1 m; 5.7. Beuta Wildman da 1 litro; 5.8. Imbuto Buchner, diametro 10 cm, montato su beuta da vuoto; 5.9. Dischi di carta da filtro quadrettata, diametro 10 cm. Qualora non si disponga di dischi qua, rettati, e' opportuno tracciare sulla carta, con matita a mina dura, un reticolo con linee distanti circa 15 mm, al fine di facilitare l'osservazione al microscopio; 5.10. Cilindri graduati da 500 ml a 50 ml; 5.1 1. Pipetta graduata da 10 ml; 5.12. Bilancia con precisione di 0,1 g; 5.13. Spatola a manico lungo; 5.14. Microscopio ottico o microscopio stereoscopico con ingrandimenti vicini ai 25x e 50x; 5.15. Microscopio composto, con ingrandimenti 100x, 600x; 5.16. Capsula Petri di 120 mm di diametro; 5.17. Ago fine, in acciaio, montato su manico porta ago; 5. 18. Pinzetta in acciaio; 5.19. Agitatore magnetico, riscaldante; 5.20. Pompa da vuoto, che permetta di ottenere una pressione residuale inferiore a 10 mbar; 5.21. Film di protezione estensibile, paraffinato o in materia plastica; 5.22. Zavorra per vetreria. 6. Campionamento Preparate un campione di laboratorio, del peso minimo di 600 g, secondo le norme, vigenti per i prodotti in questione. I campioni di laboratorio vanno conservati a temperatura non superiore ai 10C. Le apparecchiature usate per la campionatura devono essere accuratamente pulite dopo ogni operazione, ad esempio con aria compressa filtrata ed evitando l'uso di materiali tessili. 7. Procedimento Le manipolazioni devono essere effettuate in un locale pulito, al riparo dalle correnti d'aria, o meglio sotto una cappa non ventilata. Dopo l'utilizzazione il materiale deve essere lavato con acqua filtrata e, dopo asciugatura, ricoperto con un film di protezione. 7.1. Prelievo del campione per analisi. Omogeneizzare il campione per laboratorio all'interno del suo contenitore con; l'aiuto della spatola (5.13); pesare 50 g di campione prelevandolo in piu' punti e introdurli nella beuta (5.4) mediante l'imbuto (5.5). Effettuare due determinazioni per ogni campione di laboratorio. 7.2. Idrolisi acetico-nitrica. Deporre un'ancoretta magnetica nella beuta insieme al campione. Aggiungere, sotto cappa aspirante (5.1), 300 ml di acido acetico (4.1), 15 ml di acido nitrico (4.2) e 3-4 ml di alcool isoamilico (4.3) come antischiuma. Innestare il refrigerante (5.6) sulla beuta per evitare la dispersione dei vapori, mettere in funzione l'agitatore e la piastra riscaldante portando gradatamente all'ebollizione. Lasciar, bollire per 5-10 minuti, fino ad idrolisi completa del campione; nel caso di prodotti contenenti crusca, prolungare l'ebollizione fino a 15 minuti. Ricoprire la beuta con il film di protezione (5.21), introdurla, appesantita con la zavorra (5.22), nel cristallizzatore (5.2), raffreddandola con una circolazione di acqua fredda fino a temperatura ambiente. 7.3. Separazione delle impurita' Trasferire la soluzione nella beuta Wildman (5.7) e sciacquare ripetutamente con alcool (4.4) la beuta in cui e' avvenuta la digestione, al fine di rimuovere le I impurita' eventualmente rimaste aderenti alle pareti; trasferire i lavaggi nella beuta Wildman. Aggiungere ancora nella beuta Wildman alcool al 60% fino a un volume di circa 700 ml, poi 30-40 ml di benzina (4.5) e di nuovo alcool al 60% fino a raggiungere i 213 del collo della beuta. Agitare vigorosamente e lasciar riposare per 5 minuti; agitare di nuovo leggermente, ad intervalli di 1 minuto, per favorire la flottazione, nel collo della beuta, della benzina e delle impurita' presenti, che vengono trascinate in superficie. 7.4. Filtrazione Mediante il tappo di gomma intrappolare nel collo della beuta Wildman lo strato di benzina che contiene la maggior parte delle impurita' presenti e versarlo nell'imbuto Buchner (5.8), nel quale mediante la pinzetta (5.18), e' stato posto un disco di carta da filtro (5.9) bagnato con acqua distillata, e fatto aderire al fondo mediante aspirazione. Per facilitare l'osservazione di acari eventualmente presenti, mentre il flottato viene filtrato nell'imbuto Buchner si possono versare nello stesso imbuto 10 ml della soluzione di blu di metilene (4.7), lavando subito dopo il filtro con 10-20 ml di alcool etilico al 60% (4.4), versati con una spruzzetta, per ridurre l'intensita' della colorazione blu. Aggiungere nuovamente benzina alla soluzione contenuta nella beuta Wildman, agitare, lasciar riposare ancora per 5 minuti, intrappolare e filtrare lo strato superiore nello stesso imbuto, sempre sotto aspirazione. Anche in questa fase, allo scopo di facilitare l'osservazione degli acari, si puo' ripetere il trattamento con 10 ml di soluzione di blu di metilene, seguito dal, lavaggio con alcool etilico (4.4). Ripetere una terza volta, con le stesse modalita', le operazioni di flottazione e di filtrazione. Nel caso di prodotti contenenti crusca, e' opportuno effettuare la filtrazione distribuendo il flottato su piu' dischi di carta da filtro, per avere una migliore lettura al microscopio stereoscopico. Asciugare sottovuoto la carta da filtro, estrarla dall'imbuto con l'aiuto della pinzetta (5.1 8) e deporla in una capsula Petri (5. 16). 7.5. Esame microscopico Esaminare la carta da filtro al microscopio stereoscopico (5.14), procedendo all'identificazione ed al censimento delle impurita' presenti, striscia per striscia. L'operatore deve essere in grado di riconoscere le parti di insetti o di acari dispersi sul filtro in mezzo ai frammenti di pericarpo contenuti, in maggiore o minore quantita', nel campione. La prima osservazione va fatta a 25x-50x, eventualmente a 75x-80x per le particelle di dubbia identificazione. L'identificazione dei frammenti puo' essere facilitata saggiando con un ago (5.17) le differenti materie organiche e sistemandole su una zona pulita del filtro, per meglio confrontarle. Ove le dimensioni o le caratteristiche delle impurita' non consentano ancora il loro riconoscimento, approntare dei preparati microscopici montando i frammenti su un vetrino con il liquido di Faure (4.6), per l'osservazione al microscopio composto (5.15), a piu' forti ingrandimenti (100x, 600x). E' possibile in questo modo il riconoscimento di impurezze come peli di vertebrati, barbule di uccelli, ecc.. Contare i frammenti identificati per ogni categoria di impurita' prevista dal, certificato d'analisi. Le impurita' che non sono di origine animale non vengono contate ma indicate nel certificato d'analisi con un commento dettagliato (esempio: fili colorati di materiale sintetico, pezzi metallici, particella minerale ecc.). 8. Espressione dei risultati Per ogni filtro, annotare il numero delle impurita' di origine animale per i seguenti tipi: peli di roditori o loro frammenti; insetti interi (larve, ninfe o adulti); frammenti di insetti (ivi comprese le squame di Lepidotteri), uova di insetti, acari interi e loro frammenti. Specificare separatamente nelle osservazioni, se necessario, la ripartizione delle impurita' animali dell'ultima categoria secondo i tipi seguenti: frammenti di insetti; uova di insetti; squame di Lepidotteri; acari interi; frammenti di acari. Se le condizioni di ripetibilita' sono soddisfatte (9), esprimere separatamente i risultati dei due prelievi del campione. In caso contrario, effettuare due nuove determinazioni dopo omogeneizzazione del campione di laboratorio. Nel caso invece si siano trovati almeno un pelo di roditore o un frammento di pelo in uno dei due prelievi del campione, effettuare quattro nuove determinazioni. Esprimere separatamente i risultati per le sei determinazioni. 9. Ripetibilita' La differenza tra i risultati di due determinazioni effettuate simultaneamente o in rapida successione dallo stesso operatore, non deve essere superiore a 10 frammenti. 10. Certificato di analisi Nel certificato di analisi devono essere riportate almeno le caratteristiche delle impurita' solide indicate nell'allegato A. Devono, inoltre, essere menzionati tutti i dettagli operativi non previsti nella presente norma o facoltativi e gli eventuali incidenti che possono aver influito sui risultati. IDENTIFICAZIONE DI SOSTANZE DI ORIGINE BIOLOGICA E DI SOSTANZE ESTRANEE MINERALI NEGLI SFARINATI DI CEREALI 1. Scopo e campo di applicazione Con la seguente metodologia si fornisce la tecnica per il rilevamento e l'identificazione di sostanze estranee di origine biologica e/o minerali negli sfarinati di cereali. 2. Principio Lo sfarinato viene trattato con percloroetilene, al fine di separare la fase organica dall'eventuale fase inorganica. Le due fasi vengono essiccate e la parte organica suddivisa in piu' frazioni, granulometriche. Ciascuna delle due fasi viene quindi sottoposta alle opportune metodologie di analisi microscopica e/o microchimica. 3. Reattivi 3.1. Percloroetilene (d = 1,62); 3.2. Soluzione di Lugol: 1 g J + 2 g KJ + 100 ml H2O; 3.3. Soluzione di Cloroioduro di zinco: 50 g ZnCl2 + 16 KJ + 3 g J + 17 ml H2O. Conservare in bottiglia scura; 3.4. Soluzione di Cloralio idrato: 25 g di cloralio idrato + 25 ml di glicerina + 25 ml H2O; 3.5. Olio da immersione n = 1,6; 3.6. Soluzione di Argento nitrato 10% p/v; 3.7. Reattivo di Vogl: 95 ml di alcool a 70 + 5 ml di HCI conc. (37%); 3.8. Blu di metilene 0,2% p/v in H2O; 3.9. Eosina A 0,1% plv in H2O; 3. 10. Alcool metilico; 3.1 1. Acido cloridrico 1:1 50 ml H2O + 50 ml HCI conc. (37%); 3.12. Soluzione di Molibdato ammonico: sciogliere 5 g di molibdato ammonico in 100 ml H2O fredda, versare con cautela in 35 ml di HNO3 conc. (65%); 3.1 3. Brucina; 3.14. Acido solforico concentrato; 3. 15. Soluzione di Fenolo al 3% p/v; 3. 16. Soluzione di Unna: reattivo A - soluzione stock I: 50 ml H2O + 25 ml alcool assoluto + 10 ml glicerina + 2,5 ml acido acetico + 0,5 g orceina + 0,5 g blu anilina; soluzione stock II: 100 ml alcool 80 + I g eosina A; reattivo B: safranina 1%; reattivo C: bicromato di potassio 0,5%; 3.17. Carbonato di sodio soluzione al 20% p/v in Na2CO3 anidro; 3.18. Xilolo; 3.19. Floroglucina 2% p/v in alcool etilico 95%; 3.20. Glicerina; ; 3.21. Acqua glicerinata: 50 ml glicerina + 50 ml H2O; 3.22. Acido lattico. 4. Apparecchiature 4.1. Microscopio stereoscopico con ingrandimento da 10x a 50x; 4.2. Microscopio composto: oculari 10x; obiettivi 10x, 25x, 40x, 60x, lOOx (quest'ultimo a immersione); oculare micrometrico; dispositivo per polarizzazione della luce; 4.3. Bilancia analitica, sensibilita' 1 mg; 4.4. Vetrini portaoggetti: mm 75x25; 4.5. Vetrini coprioggetti: mm 50x24; 4.6. Setacci a maglie quadrate con luce netta di 1,4, 1, 0,50 mm per maglia e raccoglitore (per sfarinati grossolani); 4.7. Setacci a maglie quadrate con luce netta di 0,50, 0,25, 0,10 mm e raccoglitore (per farine fini); 4.8. Cappa di aspirazione; 4.9. Imbuti separatori da 500 ml; 4.10. Imbuti da 250 ml; 4.11. Becker da 250 ml; 4.12. - Dischi per evaporazione, 0 cm 10; 4.13. Capsule Petri, 0 cm 9; 4.14. Bacchette di vetro; 4.15. Filtri di carta rapida a pieghe, 0 cm 25; 4.16. Pinze e aghi per microscopia; 4.17. Spatole; 4.18. Cilindri; 4.19. Boccette di vetro scuro da 50 a 100 ml con contagocce; 4.20. Bisturi; 4.21. Vaschette a celle rettangolari per saggi colorimetrici; 4.22. Vaschette per colorazione; 4.23. Collezione di: semi interi di cereali (frumento tenero e duro, orzo, avena, segale, ' mais, sorgo, riso, grano saraceno); loro sfarinati, anche integrali, puri o in miscela; rizomi, tuberi, legumi e loro farine (manioca, batata, patata, piselli, fagioli); semi d'erbe infestanti dei cereali (Lolium temulentum, Melampyrum arvense, Adonis aestivalis, Latyrus aphaca, Datura stramonium, Agrostemma githago, sclerozi di Claviceps purpurea); 4.24. Collezione di vetrini standard di riferimento di amidi e delle strutture istologiche diagnostiche dei cereali puri e delle varie sostanze estranee indicate; 4.25. Bunsen. 5. Procedimento i 5.1. Porre 10 g di un campione rappresentativo in imbuto separatore da 500 ml (4.9) e, lavorando sotto cappa, aggiungere 200 ml di percloroetilene (3.1); agitare e lasciare in riposo per 10 minuti; la parte inorganica precipita sul fondo, mentre la parte organica affiora in superficie. Estrarre il sedimento raccogliendolo su disco per evaporazione (4.12), lasciare essiccare a temperatura ambiente e porlo, quindi, in capsula Petri (4.13). Filtrare su carta rapida (4.15) la restante fase organica rimasta nell'imbuto, separatore (4 9) e fare essiccare a temperatura ambiente. Pesare le due fasi e determinare la percentuale di sostanze inorganiche eventualmente presenti. Setacciare la parte organica con i setacci 4.6. e 4.7., secondo la granulometria del prodotto, pesare le frazioni I, II, III e IV, cosi' ottenute, ai fini di un'eventuale determinazione quantitativa e porle in altrettante capsule Petri (4.13). 5.2. Esame del materiale 5.2.1. Esame delle frazioni piu' grossolane Disporre separatamente in strato sottile e uniforme, direttamente nelle rispettive capsule Petri (4.13), le frazioni I, II, III, ottenute in 5.1. ed osservare allo stereomicroscol le caratteristiche fisiche dei frammenti quali aspetto, forma, colore, superficie di frattura dei tegumenti o della mandorla farinosa. Esaminare il materiale cominciando dalla frazione che presenta le particelle di maggiori dimensioni e proseguendo via via con le altre, aumentando opportunamente gli ingrandimenti. Iniziare da un margine esterno della capsula verso il centro, proseguire verso il margine opposto e continuare con osservazioni incrociate finche' tutta la frazione sia stata esaminata. Procedere all'identificazione dei frammenti facendo riferimento alla collezione degli sfarinati (4.23). 5.2.2. Esame della frazione piu' fine Porre un'aliquota (0,01 g - 0,1 g) della frazione IV ottenuta in 5.1 sul vetrino portaoggetti (4.4), aggiungere alcune gocce del reattivo indicato, miscelare con un ago da microscopia, fare aderire il bordo piu' lungo del coprioggetto (4.5) al liquido, ad evitare la formazione di bolle d'aria e coprire esercitando un movimento rotatorio con leggera pressione. Iniziare le osservazioni a basso ingrandimento per ottenere una prima visione d'insieme (1OOx) e aumentare gradualmente per esaminare i dettagli (almeno 400x). Effettuare l'osservazione del preparato, al microscopio composto, nel modo seguente: iniziare dal margine superiore sinistro del vetrino coprioggetto, fare scorrere il vetrino osservando ogni campo del microscopio, fino a raggiungere il margine superiore destro del coprioggetto; scendere di un campo lungo il margine destro e fare scorrere il vetrino da destra a sinistra fino al margine sinistro; scendere di un campo e continuare con tale procedimento finche' tutta l'area del coprioggetto sia stata esaminata, o finche' si siano rintracciate le strutture ricercate. In relazione al tipo di reattivo utilizzato si possono effettuare le seguenti osservazioni: soluzione di Lugol (3.2): colorazione dei granuli di amido in blu, di cellule aleuroniche e sostanze proteiche in giallo-bruno; olio da immersione (3.5) o acqua glicerinata (3.21): identificazione dei granuli di amido attraverso l'osservazione, in campo chiaro, di morfologia, dimensioni, aggregazione, forma e posizione dell'ilo, striature e, in campo scuro con luce polarizzata, della forma della "croce nera", caratteristica in particolare per talune specie; cloroioduro di zinco (3.3): colorazione di aleurone e sostanze proteiche in giallo-bruno, delle pareti cellulari in azzurro, degli amidi in blu; nessuna colorazione dei peli vegetali; cloralio idrato (3.4): chiarificazione di tutte le strutture istologiche, ' quando si presentano spesse; floroglucina (3.19) + acido cloridrico (3.11): colorazione in rosso delle strutture cellulari lignificate. Identificare le strutture riscontrate facendo riferimento alla collezione di vetrini standard (4.24). 5.2.3. Identificazione di sostanze minerali Porre aliquote del materiale inorganico ottenuto in 5.1 su vetrino portaoggetti (4.4) in strato sottile e uniforme, lasciarvi cadere sopra (senza mescolare) 1-2 gocce del reattivo indicato e osservare immediatamente con ingrandimento 1Ox-15x. In relazione al tipo di reattivo e ai gruppi anionici presenti nelle particelle del materiale in esame, si possono . verificare le seguenti reazioni: Nitrato d'argento (3.6) - formazione di: cristallini aghiformi di colore giallo = fosfati mono e bibasici formazione di: cristalli lanceolati incolori = solfati forrnazione di: precipitato amorfo bianco gessoso = cloruri dissoluzione senza reazione = nitrati nessuna reazione = carbonati, sabbia Molibdato ammonico (3.12) - formazione lenta di cristallini aghiformi di colore giallo = fosfati tribasici Brucina (3.13) (una punta di microspatola) + I goccia di H2SO4 conc. (3.14): formazione di precipitato rosso intenso = conferrna per nitrati Acido cloridrico (3.11) effervescenza forte = carbonati nessuna reazione = sabbia 6. Ricerche speciali 6.1. Differenziazione di specie di amidi simili 6.1.1. Frumento e segale Poiche' taluni granuli dell'amido di segale sono simili, per forma e dimensioni, a quelli di amido di frumento, scopo del presente metodo e' ottenere indicazioni sicure, anche di ordine quantitativo, per la loro differenziazione in miscele. Operare come descritto in 5.1 e sospendere la frazione IV nella soluzione di fenolo (3.15) per 24 ore. Porre una goccia della sospensione su un vetrino e lasciare essiccare a temperatura ambiente. Immergere il vetrino in soluzione di Unna (3.16) reattivo A per 10 minuti, lavare e immergere in reattivo B per 15 minuti. Lavare ed immergere in reattivo C per 30 minuti, lavare con acqua, con alcool (3.10) e con xilolo (3.18) e infine montare in glicerina; osservando al microscopio composto con obiettivo 25x-40x, l'amido di frumento risulta colorato in rosa, quello di segale in giallo-bruno. 6. 1.2. Frumento e riso Poiche' taluni granuli dell'amido di frumento sono simili, per forma e dimensioni a quelli dell'amido di riso, scopo del presente metodo e di escludere o confermare la presenza di riso in farine di frumento. Operare come descritto in 5.1 e porre la frazione IV in becher (4.11) da 250 ml con 150 ml di H2O distillata. Agitare e lasciare a riposo; travasare per decantazione in un secondo becker (4.11) e, dopo nuovo riposo, in un terzo becker. Prelevare da quest'ultimo due gocce del liquido torbido e porle ad essiccare all'aria su un vetrino, quindi fissarle con 3 gocce di alcool metilico (3.10). Dopo 5 minuti farvi cadere sopra 2 gocce di una miscela 1:1 dei reattivi (3.8) + (3.9), lasciare in riposo per 5 minuti e togliere l'eccesso di colore lavando con acqua. Osservando al microscopio composto con obiettivo 40x-60x, i granuli di frumento risultano incolori e debolmente colorati in azzurro, i granuli di amido del riso presentano netta colorazione azzurro-verde. 6.2. Ricerca e identificazione di frammenti di sostanze nocive, infestanti dei cereali in campo 6.2.1. Distribuire uniformemente 1-2 g della frazione IV ottenuta in 5.1 sul fondo di una capsula Petri (4.13), umettare con il reattivo di Vogl (3.7), scaldare la capsula a blanda temperatura fino allo sviluppo di vapori. Posare la capsula su un foglio bianco e dopo 5-10 minuti osservare il materiale: la comparsa di aloni o punti colorati rivela la presenza delle seguenti specie: Lolium temulentum (Loglio): aloni o punti colorati in rosso- arancio Melarnpyrum arvenze (Melarnpiro): aloni o punti colorati blu- verdastri ' Adonis aestivalis (Adonide): aloni o punti colorati verde- giallastro Latyrus aphaca (Latiro): aloni o punti colorati rosso ciliegia Datura stramonium (strarnonio) e Agrostemma githago (Gittaione): punti marrone, rossicci o nerastri Porre 1.2 g di materiale in vaschetta per saggi colorimetrici (4.21), riempire la depressione con il reattivo 3.17. Dopo 30-40 secondi si sviluppa un colore rosso viola intorno alle particelle di Claviceps purpurea (Segale cornuta). 6.2.2. Prelevare i frammenti situati nelle zone colorate, porli su un vetrino, portaoggetti (4.4) con 2-3 gocce di glicerina (3.20), coprire con coprioggetto (4.5) e osservarli al microscopio composto con obiettivo 25x o 40x. Se i frammenti non sono sufficientemente trasparenti, prelevarne altri, porli su un vetrino e operare come segue: aggiungere I goccia di acido lattico (3.22), riscaldare su fiamma fino a sviluppo di vapori, lasciare raffreddare, aggiungere I goccia di glicerina (3.20) e osservare al microscopio; oppure aggiungere 2 gocce di cloralio idrato (3.4), coprire e osservare. Identificare le strutture riscontrate facendo riferimento alla collezione (4.24). 7. Riferimenti hibliograf ci Huss W., 1976, Microscopy and quality control in the manufacture of animal feeds. Roche, Basel. Manual of Microscopio Analysis of Feeding Stuffs, 2nd ed., 1978. American Ass. of o' Feed Microscopists. Villavecchia - Eigemann, 1982-83, Nuovo dizionario di merceologia e chimica applicata. Hoepli, Milano. R.I. Ministero delle risorse agricole, alimentari e forestali. D.M. 13 aprile 1994 "Metodi di analisi per il controllo ufficiale degli alimenti per animali. Supplemento n. 11".